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细胞生物学

  1. 拉曼光谱仪-拉曼显微镜-拉曼成像与扫描电镜联用(RISE) - WITec Raman Imaging - 牛津仪器
  2. 细胞生物学

Related to:

共焦拉曼显微镜凭借非侵入性与无标记检测特性，成为细胞生物学研究的核心工具。该技术通过激光激发结合分子非弹性散射效应，可精准获取细胞微环境的化学组成与结构信息，实现脂质、蛋白质、核酸等生物大分子的原位可视化表征及细胞内的分布解析。当前细胞生物学研究中，拉曼成像技术已广泛应用于脂质组织、代谢、感染及药物摄取等过程研究 [1-7]。 共焦拉曼成像的高空间分辨率和化学特异性使其成为理解各种生物过程中细胞复杂动态的宝贵工具。

WITec 系统卓越的拉曼技术可同时实现最高的分辨率、速度和灵敏度，从您的宝贵样本中获得最佳结果。WITec拉曼显微镜凭借其无与伦比的多功能性，成为适配当下及未来科研需求的理想平台。对于活样本的生物学应用，我们提供兼容环境和温度控制的配套设备。

活细胞的共聚焦拉曼成像

共聚焦拉曼成像是一种非侵入性显微镜技术，非常适合在生理环境中研究活细胞而不造成损伤。在此案例中，使用 WITec alpha300 拉曼显微镜研究大鼠上皮细胞，获取了线粒体（蓝色）、内质网（绿色）和核仁（橙色）的特征拉曼光谱。彩色编码的拉曼图像直观地显示了这些细胞器在细胞内的空间分布。

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培养状态下的大鼠上皮细胞光学显微图像
彩色编码拉曼图像：线粒体（蓝色）、内质网（绿色）和核仁（橙色）
线粒体、内质网和核仁的特征拉曼光谱
从左到右。第一张图：培养状态下的大鼠上皮细胞光学显微图像。第二张图：彩色编码拉曼图像：线粒体（蓝色）、内质网（绿色）和核仁（橙色）。第三张图：线粒体、内质网和核仁的特征拉曼光谱。
样品由德国乌尔姆 ILM Angelika Rück 提供

细胞3D 拉曼成像

WITec 拉曼系统结合共聚焦技术和出色的纵向空间分辨率，可实现细胞三维结构的细节解析。此动画展示了水凝胶中间充质细胞的 3D 拉曼图像，直观呈现了所识别的不同细胞成分 1.

水凝胶中间充质干细胞的 3D重构图像。细胞质（蓝色）、细胞核（红色）、甘油三酯（绿色）、磷脂（橙色）、基质胶（青色）。
视频源自 Kallepitis 等人，20171，licenced under 遵循知识共享 CC-BY 4.0 许可

拉曼与荧光联用

在细胞生物学研究中，荧光标记是可视化特定分子的常用方法。尽管拉曼成像提供了强有力的替代方案，WITec 显微镜仍可根据需求将两种技术连用，为需要额外荧光标记的应用场景提供支持。这些图片展示了 DAPI 染色真核细胞的拉曼-荧光关联成像。荧光图像显示标记的细胞核，而拉曼成像则识别出内质网（绿色）和核仁（橙色）。

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用荧光标记物 DAPI 染色的细胞核
拉曼识别的内质网（绿色）和核仁（橙色）
叠加图像
从左到右。第一张图：用荧光标记物 DAPI 染色的细胞核。第二张图：拉曼识别的内质网（绿色）和核仁（橙色）。第三张图：叠加图像。
样品由德国乌尔姆 ILM 的 Claudia Scalfi-Happ 提供)

关联拉曼成像技术

WITec 的多功能性可以将 拉曼显微镜与多种成像技术联用 ，在同一样品位置实现互补信息采集，包括：

更多应用示例

巨噬细胞脂质摄取过程
巨噬细胞摄取脂质过程的时间序列拉曼图像，显示了氘标记的油酸（红色）在巨噬细胞（青色）内的含量随时间递增并储存在脂滴中—这是泡沫细胞形成的标志。
图像由德国耶拿莱布尼茨光子技术研究所的 Christian Matthäus 提供。
3D 肝细胞球体成分分析
拉曼成像和定量分析揭示了 3D 原代肝细胞球体中蛋白质、饱和/不饱和脂质、核酸、糖原和细胞色素 C等生物分子的分布特征。比例尺：50 µm。
图像来自 LaLone 等人，2023 2，遵循知识共享 CC-BY 4.0 许可。

文献

Application Note Confocal Raman Imaging and Correlative Techniques in Life Science

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Customer publications:

  1. Kallepitis, C., et al. (2017). Quantitative volumetric Raman imaging of three dimensional cell cultures. Nature communications, 8(1), 14843. https://doi.org/10.1038/ncomms14843
  2. LaLone, V., et al. (2023). Quantitative chemometric phenotyping of three-dimensional liver organoids by Raman spectral imaging. Cell Reports Methods, 3(4). https://doi.org/10.1016/j.crmeth.2023.100440
  3. Unger, N., et al. (2022). Looking Inside Non-Destructively: Label-Free, Raman-Based Visualization of Intracellular Coxiella burnetii. Analytical Chemistry, 94(12), 4988-4996. https://doi.org/10.1021/acs.analchem.1c04754
  4. Orleanska, J., Wiecek, W., & Majzner, K. (2024). Investigation of etravirine uptake and distribution in single aortic endothelial cells in vitro using Raman imaging. Analyst, 149(17), 4454-4463. https://doi.org/10.1039/D4AN00314D
  5. Borek-Dorosz, A., et al. (2024). Raman microscopy reveals how cell inflammation activates glucose and lipid metabolism. Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Molecular Cell Research, 1871(1), 119575. https://doi.org/10.1016/j.bbamcr.2023.119575
  6. Stanek, E., Czamara, K., & Kaczor, A. (2024). Increased obesogenic action of palmitic acid during early stage of adipogenesis. Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Molecular and Cell Biology of Lipids, 159525. https://doi.org/10.1016/j.bbalip.2024.159525
  7. Haessler, A., et al. (2024). The Aβ42: Aβ40 ratio modulates aggregation in beta-amyloid oligomers and drives metabolic changes and cellular dysfunction. Frontiers in Cellular Neuroscience, 18, 1516093. https://doi.org/10.3389/fncel.2024.1516093

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